13 mayo, 2016

PRÁCTICAS NUTRICIÓN Y ALIMENTACIÓN DE 3º DE LA ESO


Práctica 1
Reconocimiento de sales
1. Objetivo
Demostrar que en la composición de la materia viva entran a formar parte las sales minerales.
Conocer el proceso de la coagulación de la leche, como técnica para poder obtener el suero de la leche (fracción líquida) en el que quedan fundamentalmente las sales que pretendemos identificar.

2. Materiales
Vaso de precipitado
Matraz o probeta
Embudos con papel de filtro
Gradilla con tubos de ensayo
Pinzas para calentar tubos
Mechero
Leche
Ácido acético
Ácido nítrico
Solución molibdato amónico al 1%
Solución de nitrato de plata al 1%.
Solución de oxalato amónico al 1%.

3. Preparación de la muestra
Para determinar la presencia de sales es interesante utilizar el suero de leche. 

Para conseguirlo, podemos realizar esta sencilla receta:
  • Colocar en un vaso de precipitado unos 250 cc. de leche.
  • Añadir unas gotas de ácido acético y esperar unos minutos. FIGURA 1
  • Al producirse el "cuajado" filtrar por papel, para obtener el suero. FIGURA 2
  • Recoger el filtrado en un matraz o probeta. FIGURA 3

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4. Realización de reacciones
Preparar una gradilla con tres tubos de ensayo.
En cada tubo de ensayo poner unos 3cc. de suero de leche. FIGURA 4
Numerar los tubos con 1, 2 y 3. FIGURA 5
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Al tubo de ensayo número 1, añadir 1cc. de solución de nitrato de plata.
Al tubo de ensayo número 2, añadir 2cc. de solución de molibdato amónico al 1%, tratado con ácido nítrico concentrado en cantidad suficiente para que el ácido molíbdico que se forma se redisuelva. Calentar el tubo al baño María.
Al tubo de ensayo número 3 unas 10 gotas de solución de oxalato amónico al 1%.

5. Resultados obtenidos
La reacción en el tubo de ensayo número 1 nos sirve para identificar los cloruros. La explicación es la siguiente:
Los cloruros en contacto con una solución de nitrato de plata forman cloruro de plata, que da lugar a un precipitado blanco de aspecto lechoso.
La reacción en el tubo de ensayo número 2 nos va a permitir identificar la presencia de fosfatos . La explicación es la siguiente:
Los fosfatos en presencia de molibdato amónico, forman un precipitado amarillo de fosfomolibdato amónico.
La reacción en el tubo de ensayo número 3 nos sirve para identificar el calcio. Esto es debido a:
El calcio al reaccionar con el oxalato amónico forma un precipitado blanco cristalino de oxalato amónico.

En la FIGURA 6 podemos ver el resultado en los tres tubos de ensayo.



Práctica 2
Reconocimiento de glúcidos

1. Objetivos:
Identificación de glúcidos.
Hidrólisis del enlace de un disacárido

2. Materiales: 


Muestras de glúcidos:
glucosa
maltosa
lactosa
sacarosa
almidón.
Tubos de ensayo, gradilla, vaso para calentar, mechero.
Reactivo de Fehling A y Fehling B
Lugol
HCl diluido y bicarbonato.

3. Reacciones que van a realizarse:
3.1. Reacción de Fehling:
Tomar la muestra que se quiera analizar (normalmente una cantidad de 3 cc.)
Añadir 1 cc. de Fehling A y 1 cc. de Fehling B. El líquido del tubo de ensayo adquirirá un fuerte color azul.
Calentar el tubo al baño María o directamente en un mechero de Laboratorio.
La reacción será positiva si la muestra se vuelve de color rojo-ladrillo.
La reacción será negativa si la muestra queda azul, o cambia a un tono azul-verdoso.

Fundamento: Se basa en el carácter reductor de los monosacáridos y de la mayoría de los disacáridos (excepto la sacarosa). Si el glúcido que se investiga es reductor, se oxidará dando lugar a la reducción del sulfato de cobre (II), de color azul, a óxido de cobre (I), de color rojo-anaranjado.

3.2. Reacción del Lugol
Este método se usa para identificar polisacáridos. El almidón en contacto con unas gotas de Reactivo de Lugol (disolución de yodo y yoduro potásico) toma un color azul-violeta característico.
Poner en un tubo de ensayo unos 3 cc. del glúcido a investigar.
Añadir unas gotas de lugol.
Si la disolución del tubo de ensayo se torna de color azul-violeta, la reacción es positiva. 
Fundamento: La coloración producida por el Lugol se debe a que el yodo se introduce entre las espiras de la molécula de almidón.
No es por tanto, una verdadera reacción química, sino que se forma un compuesto de inclusión que modifica las propiedades físicas de esta molécula, apareciendo la coloración azul violeta. 

Basándote en esta característica te voy a proponer un pequeño juego de magia que te va a sorprender:
Una vez que tengas el tubo de ensayo con el almidón y el lugol, que te habrá dado una coloración violeta, calienta el tubo a la llama y déjalo enfriar. !Sorprendido¡.
Vuelve a calentar y enfriar cuantas veces quieras.... ¿Dónde está el color?. 

4. Observar el poder reductor de algunos azúcares
Poner las muestras de glúcidos en los tubos de ensayo. Pueden prepararse soluciones al 1% aproximadamente. Figura 1.
Realizar la Prueba de Fehling como se indica al principio de página. Figura 2.
Después de calentar observar los resultados. Figura 3.
Estos resultados nos indican que los azúcares: glucosa, maltosa y lactosa tienen carácter reductor.


 
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5. Identificación del almidón
El polisacárido almidón se colorea de azul-violeta en presencia de yodo, debido no a una reacción química, sino a la fijación del yodo en la superficie de la molécula del almidón, fijación que sólo tiene lugar en frío.
 


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Colocar en una gradilla muestras de distintos glúcidos. Figura 6
Añadir 5 gotas de Lugol en cada uno de los tubos de ensayo.
Observar los resultados. Figura 7.
Con este método puede identificarse el almidón.


Práctica 3
Reconocimiento de lípidos

1. Objetivos
Poner de manifiesto ciertas propiedades de los lípidos, algunas de las cuales pueden servirnos para su identificación.

2. Materiales
Baño María. Mechero.
Gradillas con tubos de ensayo
Vaso de precipitado con agua
Aceite vegetal
Solución de Sudán III en frasco cuentagotas
Tinta roja en frasco cuentagotas
Solución de Hidróxido sódico al 20%.
Éter o cloroformo. 


3. Reacción de saponificación
Las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido sódico o potásico descomponiéndose en los dos elementos que la forman: glicerina y los ácidos grasos. Estos se combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en definitiva las sales sódicas o potásicas de los ácidos grasos.

La reacción es la siguiente:



Proceder de la siguiente forma:
              
                

Colocar en un tubo de ensayo 2cc de aceite vegetal y 2cc de una solución de hidróxido sódico al 20%.

Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño María de 20 a 30 minutos.

Transcurrido este tiempo, se puede observar en el tubo tres capas: la inferior clara, que contiene la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada; la superior amarilla de aceite no utilizado, y la intermedia, de aspecto grumoso, que es el jabón formado.

Nota: Cuando ya se ha visto como se forma el jabón, se puede ir echando en un vaso de precipitado el contenido de los tubos de ensayo, se remueve bien y se deja calentar hasta que se haga un buen trozo de jabón.

4. Tinción de las grasa
Las grasas se colorean en rojo anaranjado por el colorante denominado Sudan III.

Proceder así:
Disponer en una gradilla dos tubos de ensayo, colocando en ambos 2cc de aceite.
Añadir a uno, 4 o 5 gotas de solución alcohólica de Sudán III. Al otro tubo añadir 4-5 gotas de tinta roja. Agitar ambos tubos y dejar reposar.

Se observará en el tubo al que se le añadió Sudán, que todo el aceite aparece teñido. En cambio en el frasco al que se añadió tinta roja, la tinta se habrá ido al fondo y el aceita aparecerá sin teñir.





5. Solubilidad 
Las grasas son insolubles en agua. Cuando se agitan fuertemente en ella se dividen en pequeñísimas gotitas formando una "emulsión" de aspecto lechoso, que es transitoria, pues desaparece en reposo, por reagrupación de las gotitas de grasa en una capa que por su menor densidad se sitúa sobre la de agua. 

Por el contrario, las grasas son solubles en los llamados disolventes orgánicos como el éter, benceno, xilol, cloroformo, etc.

Proceder de la siguiente manera:

Tomar dos tubos de ensayo y poner en cada uno de ellos 2-3 cc de agua y en el otro 2-3cc de éter u otro disolvente orgánico.

Añadir a cada tubo 1cc de aceite y agitar fuertemente. Observar la formación de gotitas o micelas y dejar en reposo. Se verá como el aceite se ha disuelto en el éter y en cambio no lo hace en el agua, y el aceite subirá debido a su menor densidad.
                                             



Práctica 4
Reconocimiento de proteínas

1. Coagulación de proteínas
Las proteínas , debido al gran tamaño de sus moléculas, forman con el aguasoluciones coloidales. Estas soluciones pueden precipitar con formación de coágulos al ser calentadas a temperaturas superiores a los 70ºC o al ser tratadas con soluciones salinas, ácidos, alcohol, etc. 

La coagulación de las proteínas es un proceso irreversible y se debe a sudesnaturalización por los agentes indicados, que al actuar sobre la proteina la desordenan por la destrucción de su estructura terciaria y cuaternaria .


Para ver la coagulación de las proteínas se puede utilizar clara de huevo, para conseguir más volumen puede prepararse para toda la clase una dilución de clara de huevo en agua, de forma que quede una mezcla aún espesa.

Colocar en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de clara de huevo.
Añadir 5 gotas de ácido acético y calentar el tubo a la llama del mechero.
 
2. Reacción xantoproteica
Es debida a la formación de un compuesto aromático nitrado de color amarillo, cuando las proteínas son tratadas con ácido nítrico concentrado. La prueba da resultado positivo en aquellas proteinas con aminoácidos portadores de grupos bencénicos, especialmente en presencia de tirosina. Si una vez realizada la prueba se neutraliza con un álcali vira a un color anaranjado oscuro.



Poner en el tubo de ensayo de 2 a 3 cc. de solución problema (clara de huevo ).
  • Añadir 1 cc. de HNO3 concentrado.
  • Calentar al baño maría a 100º C.
  • Enfriar en agua fría
Añadir gota a gota una disolución de sosa al 40%.

3.  Reacción de Biuret
La producen los péptidos y las proteínas, pero no los aminoácidos, ya que se debe a la presencia del enlace peptídico (- CO- NH -)que se destruye al liberarse los aminoácidos.
Cuando una proteína se pone en contacto con un álcali concentrado, se forma una sustancia compleja denominada biuret, de fórmula: 

que en contacto con una solución de sulfato cúprico diluída, da una coloración violeta característica.
  • Tomar un tubo de ensayo y poner unos 3 cc. de albúmina de huevo.
  • Añadir 2cc. de solución de hidróxido sódico al 20%.
  • A continuación 4 ó 5 gotas de solución de sulfato cúprico diluida al 1%.
  • Debe aparecer una coloración violeta-rosácea característica.

4. Reacción de los aminoácidos azufrados
Se pone de manifiesto por la formación de un precipitado negruzco de sulfuro de plomo. Se basa esta reacción en la separación mediante un álcali, del azufre de los aminoácidos, el cual al reaccionar con una solución de acetato de plomo, forma el sulfuro de plomo.
  • Poner en el tubo de ensayo de 2 a 3 cc. de albúmina de huevo (clara de huevo).
  • Añadir 2 cc. de solución de hidróxido sódico al 20%.
  • Añadir 10 gotas de solución de acetato de plomo al 5%.
  • Calentar el tubo hasta ebullición.
Si se forma un precipitado de color negruzco nos indica que se ha formado sulfuro de plomo, utilizándose el azufre de los aminoácidos, lo que nos sirve para identificar proteinas que tienen en su composición aminoácidos con azufre.



Práctica 5
Extracción del ADN

1. Objetivos
El objetivo fundamental de esta práctica es utilizar unas sencillas técnicas para poder extraer el ADN de un tejido animal y por el aspecto que presenta, confirmar su esructura fibrilar.
A partir de la longitud enorme de las fibras también se confirma que en el núcleo el ADN se encuentra replegado.

2. Materiales
Hígadito de pollo
Varilla de vidrio
Mortero
Vasos de precipitado
Pipeta
Probeta
Alcohol de 96º
Cloruro sódico 2M
SDS
Arena
Trocito de tela para filtrar

3. Procedimientos
Triturar medio higadito de pollo en un mortero. Añadir arena para que al triturar se puedan romper las membranas de y queden los núcleos sueltos. FIGURA 1

Añadir al triturado, 50 centímetros cúbicos de agua. Remover hasta hacer una especie de papilla o puré. FIGURA 2

 


Filtrar varias veces sobre una tela para separar los restos de tejidos que hayan quedado por romper. FIGURA 3

Medir el volumen del filtrado con una probeta. FIGURA 4

 


Añadir al filtrado un volumen igual de cloruro sódico 2M. Con ésto conseguimos producir el estallido de los núcleos para que queden libres las fibras de cromatina. FIGURA 5.

A continuación se añade 1 centímetro cúbico de SDS. (Nota: Si no se dispone de este producto puede sustituirse por un detergente de vajillas, tipo Mistol o similar. Yo uso mistol y me va bien). La acción de este detergente es formar un complejo con las proteinas y separarlas del ADN. Así nos quedará el ADN libre de las proteinas que tiene asociadas. FIGURA 6

 


Añadir mediante una pipeta 50 centrímetros cúbicos de alcohol de 96º. Hay que hacerlo de forma que el alcohol resbale por las paredes del vaso y se formen dos capas. En la interfase, precipita el ADN. FIGURA 7

Introducir una varilla de vidrio e ir removiendo en la misma dirección. En la fotografía número 9 se indica con mayor precisión las capas. Sobre la varilla se van adhiriendo unas fibras blancas, visibles a simple vista, que son el resultado de la agrupación de muchas fibras de ADN. FIGURA 8

 
 
FIGURA 9 Esta práctica puede completarse con una tinción específica de ADN. 
  • Tenemos que tomar una muestra de las fibras que se van depositando sobre la varilla de vidrio y depositarlas sobre un porta. 
  • Teñir durante unos minutos con un colorante básico. 
  • Observar al microscopio.






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